Для чего необходимо уплотнение ткани при изготовлении гистологического препарата

Заливка гистологического материала

код для вставки на форум:

ЗАЛИВОЧНЫЕ СРЕДЫ

Для получения тонких (до 6 мкм) гистологических срезов необ­ходимо фиксированный и промытый материал залить в плот­ную среду, предварительно пропитав ею кусочки тканей. В за­висимости от способа растворения все заливочные среды разде­ляют на растворимые в органических растворителях и водорас­творимые. К первым относятся парафин, пластические полиме­ры на основе парафина, целлоидин, ко вторым — желатин, полиэтиленгликоли, полиэфиры, некоторые метакрилаты и т.д.

1.Заливка ткани в парафин

Парафин — смесь высокомолекулярных предельных углеводо­родов, продукт перегонки нефти; растворяется в анилине, бен­золе, бергамотном масле, целлозольве, хлороформе, декалине, диоксане, бутаноле, пропаноле, толуоле, трихлорэтилене, кси­лоле. Каждый из этих растворителей можно использовать в ка­честве промежуточной среды между спиртом и парафином. Тем­пература плавления различных парафинов от 27 до 62 °С. В гистологической технике применяют парафин с температурой плавления 56 °С. Зарубежные фирмы производят специальный парафин для гистологических исследований, содержащий раз­личные пластические полимеры, такие как диметилсульфоксид. Их коммерческие названия «Парапласт», «Парапласт плюс», «Гистопласт С», «Гистозес».

Важнейшим условием успешной заливки материала является своевременная смена реактивов в процессе их загрязнения, а также соблюдение рекомендуемых временных и температурных параметров. Кроме того, нужно стремиться к тому, чтобы одновременно заливать одинаковые по толщине и плотности кусочки ткани.

жидкость Карнуа 2 – 4 ч

спирт 96-100% 2 – 24 ч

спирт 100 % I 1-12 ч

спирт 100 % II 12 ч

спирт+хлороформ (1:1) 6-12ч

или спнрт+ксилол (1:1) 1-3ч

или хлороформ 6-12ч

хлороформ+парафин (1:1 — «каша») 37 «С 2-3ч

или ксилол+парафин (1:1 — «каша») 37 °С 1-2ч

парафин II 56 °С 1ч

спирт 100 % + хлороформ (1:1) 2-3ч

хлороформ+парафин (1:1) 37°С 3-6ч

хлороформ+парафин (1:1) 56°С 0,5-1ч

парафин III 56°С 1ч

Другие способы заливки.

Заливка по Ромейсу ручным способом

Заливка по Ромейсу ручным способом

Заливка в парапласт с помощью автомата

Заливка в парапласт с помощью вакуум-автомата.

Быстрая заливка в парапласт с помощью автомата

Фиксация 10% формалин 12ч

Фиксация в 5 % формалине 2ч

Фиксация в 5 % формалине при 60 °С 10мин

Промывание в проточной воде 2ч

Промывание в проточной воде 2ч

50% изопропиловый спирт 2ч

100% Изопропиловый спирт I 4ч

Метилбензоат II 2ч

Хлороформ I (бензол) 1ч

Ацетон-ксилол (1:1) 10мин

Хлороформ II (бензол) 1ч

Парапласт I 60 °С 2ч

Парапласт плюс I 60 °С 15мин

Парапласт П 60 ‘С 3ч

Парапласт плюс II 60 °С

Парапласт плюс 60 °С 30мин

Наиболее быстрым, простым, не требующим применения специальной аппаратуры методом заливки материала является способ, разработанный И. И. Золотых в патологоанатомическом отделении Института хирургии им. А. В. Вишневского.

Хлороформ-парафин при 56 °С 15 мин

Парафин при 56 °С, энергично встряхивая 1 мин

Парафин при 56 °С 45 мин

Продолжительность 2 ч 30 мин

У нас заливка проходит следующим образом:

Формалин 10% 24 часа

Промывка проточной водой 1 час

спирт 70% (обезвоживание) больше 4 часов

спирт 80% больше 4 часов

спирт 96% больше 4 часов

спирт+хлороформ 1:1 до 1 часа(пересушивается)

хлороформ чистый до 1 часа

хлороформ чистый до 1 часа

хлороформ+парафин 1:1 37С до 1 часа

парафин 1 56С 45 м

парафин 2 56С 45 м

Для приготовления препаратов следует:

ксилол 1 (депарафинизация) 56С 10 м

промываем дистиллированной водой

ксилол 56С больше 10 м (для просветления)

Особенности заливки в парафин крупных объектов

Заливка в парафин позволяет получать гистологические срезы больших размеров (гистотопографические срезы), например срезы всего органа (матка, почка) или его значительной части (доля легкого). Заливку проводят вручную, и для нее требуется дополнительное время на всех этапах. Для приготовления таких срезов из ткани головного мозга с помощью мозгового ножа де­лают срез свежей ткани толщиной около 1 см и закладывают в ванну с фиксатором. Для того чтобы сохранить плоскую конфи­гурацию среза, его кладут между двумя проволочными сетками, которые притягивают друг к другу резиновыми кольцами. Про­должительность фиксации 48 ч. После промывки в проточной воде (3—4 ч) следует обезвоживание в 70 %, 96 % и 100 % спир­те (по 2 смены) в течение 48 ч. Для обезвоживания можно при­менить изопропиловый спирт, обеспечивая частую его смену и температуру 45 °С (в термостате). Это позволяет избежать по­лучения чрезмерно жестких препаратов. В качестве промежу­точной среды используют метилбензоат или хлороформ — 3 смены по 3 дня. Объекты заливают в парафин или парапласт, имеющие температуру плавления 56—58 °С.

Приготовление парафиновых блоков

Пропитанные парафином кусочки ткани выкладывают в специ­альные формочки и заливают расплавленным в термостате или на водяной бане при 60 °С парафином, в который добавлено 1 — 3 % воска.

Для получения парафиновых блоков нужной формы исполь­зуют различные приспособления. К ним относятся изготовляе­мые самим лаборантом бумажные коробочки, на дно которых выкладывают кусочки, а рядом к боковой стенке ставят этикет­ку номером кнаружи; металлические Г-образные угольники или разъемные формочки, которые перед употреблением смазывают глицерином и помещают на нагретую металлическую пластин­ку, выполняющую роль дна формочек. Применяют также раз­личные пластмассовые коробочки и формы, в частности используемые в микробиологии, особенно при заливке мелких объек­тов, таких как материал пункционных биопсий.

Специальные импортные аппараты для заливки в парафин (так называемые заливочные центры) снабжены набором раз­личных формочек (кассет) и пинцетов. В них обеспечивается автоматическая подача дробных доз парафина оптимальной температуры.

Раскладывание кусочков в формочки и их ориентирование нужно проводить быстро теплым пинцетом. Если материала для заливки много и он быстро остывает, то можно использовать пара­фин, подогретый на водяной бане до 60 °С. Для охлаждения фор­мочки с материалом рекомендуют помещать в воду при 10— 18 °С, но не погружать в нее. При застывании парафина поверхность блока стягивается, и в нем образуется кратерообразное углубление. Это нужно учитывать при заливке кусочков и в дальнейшей работе с блоками. Парафин должен на 3—4 мм выступать над по­верхностью блока, если предстоит монтировать его на деревянную колодку. Возможны также заливка блока большим количеством парафина и резка без использования деревянных колодок, с успе­хом применяемая даже на санном микротоме.

В большинстве руководств рекомендуют после подравнивания и удаления лишнего парафина наклеивать блоки на дере­вянные бруски с помощью подогретого на спиртовке металли­ческого шпателя или скальпеля. Затем для обеспечения более прочного приклеивания основания блок оплавляют с четырех боковых сторон тем же горячим шпателем или скальпелем.

Заливка ткани в целлоидин

Целлоидин — хорошо растворяющаяся в эфире нитроклетчат­ка. В гистологической практике применяют 2 %, 4 % и 8 % рас­творы целлоидина, которые готовят из целлоидиновых пластин или отмытой от эмульсии и высушенной рентгеновской пленки.

Для приготовления 500 мл 2 % раствора целлоидина 10 г сухого целлоидина заливают 250 мл 100 % спирта и оставляют на 1 сут, затем добавляют 250 мл безводного эфира, который растворяет набухший в спирте целлоидин. Для приготовления 4 % и 8 % растворов количество целлоидина увеличивают со­ответственно в 2 и 4 раза. Растворы хранят в плотно закрытой посуде.

Заливка ткани в целлоидин стала в настоящее время менее популярной, чем парафиновая, и ее применяют главным обра­зом для обработки труднорежущихся тканей и объектов боль­ших размеров, с которых трудно получить хорошие парафино­вые срезы. Целлоидиновую заливку используют также в тех случаях, когда необходимо избежать воздействия на исследуе­мый материал высоких температур. Кроме того, заливка мате­риалов в целлоидин позволяет получить лучшие результаты при наличии в объектах больших полостей, лакун и слоев различ­ной консистенции.

Эфир и сухой целлоидин огнеопасны, поэтому при работе с ними необходима осторожность.

Обезвоженный материал помещают в смесь 100 % спирта с эфиром (1:1) на 4—6ч, переносят в 2 % раствор целлоидина на 2—3 дня, затем в 4 % и 8 % растворы на 5—7 дней в каждый. Пропитанный кусочек заливают свежим 8 % целлоидином и уп­лотняют в парах хлороформа (в эксикаторе). Уплотненный таким образом материал заливают 70 % спиртом для хранения. Вырезанные блоки наклеивают густым целлоидином на дере­вянные колодки на 1 суток перед резкой.

Источник

Приготовление гистологических срезов

Этапы изготовления гистологических препаратов и методика контроля их качества: фиксация материала, обезвоживание, уплотнение, заключение срезов и окрашивание. Возможные погрешности при приготовлении гистологических срезов, критерии и этапы их оценки.

гистологический срез контроль

В человеческом теле существуют много различных по форме и типу клеток. Их всегда можно отличить, особенно здоровые от больных, этим и занимается гистология. Специалисты патологической гистологии исследуют подозрительные клетки ткани. Они рассматривают, анализируют и оценивают клетки ткани с помощью обычного и электронного микроскопа. Уже через несколько часов гистолог может сказать, здоровы или нет клетки ткани.

Цель: Рассмотреть особенности приготовления гистологического среза и контроль качества его изготовления

1. Изучить специальную литературу по изготовлению гистологических срезов;

2. Изучение этапов приготовления гистологических срезов;

3. Проведение контроля качества гистологических срезов.

Объект исследования: гистологические препараты.

Предмет исследования: контроль качества приготовленного препарата.

1. Техника изготовления гистологических препаратов

Гистология, как любая наука, имеет свои объекты и методы их изучения. Непосредственными объектами изучения являются клетки фрагменты тканей и органов, особым способом приготовленные для изучения их под микроскопом.

1.1 Фиксация материала

Это первый и очень ответственный этап в гистологической технике, призванный сохранить ткани и органы в состоянии, близком к тому, в котором они находились до момента смерти. В тканях при фиксации происходят сложные физико-химические изменения, в частности коагуляция (осаждение) белков. Фиксаторов, которые бы полностью сохраняли структуру, нет. Они существенно уплотняют ткани, уменьшают их объём, приводят к необратимым изменениям. Фиксатор в разной степени сохраняет разные структуры. Если при фиксации вещество разрушается, то нефиксированный материал замораживают и высушивают на холоде (лиофилизация). При этом не происходит денатурации белков, снижение активности ферментов, но изменяется форма клеток. Чтобы не произошло образования кристаллов, производят быструю заморозку при температуре от 30 до 60° С. Высушивание ускоряется в условиях вакуума (в специальных аппаратах). Заливку материала в среды проводят быстро, во избежание увлажнения

Существует ряд общих правил фиксации: 1) объем фиксирующей жидкости должен не менее чем в 20 раз превышать объем фиксируемого кусочка ткани; 2) фиксатор должен иметь доступ к фиксируемому материалу со всех сторон, по этому на дно сосуда кладут вату или кусочек фильтровальной бумаги или подвешивают кусочек на нитке; 3) продолжительность фиксации зависит от свойств фиксатора, прежде всего от скорости проникновения фиксатора в ткань; 4) различные фиксаторы сохраняют различные структурные и химические компоненты клетки.

Большинство фиксаторов оказывает уплотняющее действие на обрабатываемый материал. Размер исследуемых кусочков должен быть таким, чтобы произошло полное его пропитывание в оптимальные для данного фиксатора сроки. В среднем для большинства фиксаторов берут кусочки толщиной 5-10 мм.

Различают фиксирующие средства (простые фиксаторы) и фиксирующие смеси (сложные фиксаторы):

Простые фиксирующие вещества

Формалин (формол) наиболее распространенная и универсальная жидкость с характерным резким запахом. Обычный продажный формалин представляет собой 40% водный раствор формальдегида.

Благодаря своей универсальной фиксации в формалине может проводиться параллельная фиксация (имея в виду специальные задачи, применение одновременно с формалином других фиксирующих жидкостей).

Формалин хорошо проникает в ткани и потому может применяться для фиксации довольно крупных объектов. Кусочки органов толщиной 0,5-1 см. фиксируются в 10% растворе формалина в течение 24-48 часов. Критерием достаточной фиксации служит равномерное уплотнение объекта и одинаковый вид его как с поверхности, так и на контрольном разрезе. В кусочках, не полностью зафиксированных на контрольных разрезах можно видеть красные или розовые фокусы. Некоторые ткани после формалиновой фиксации принимают бурый цвет, что зависит от перехода оксигемоглобина в метгемоглобин.

Объекты после фиксации в формалине подвергают дальнейшей обработке для заливки в парафин.

Фиксированный в формалине материал перед той или иной обработкой желательно промывать в проточной воде (от нескольких часов до суток). Такое промывание ведет к удалению формалина и обеспечивает в дальнейшем более равномерную окраску срезов.

Большим достоинством формалина является возможность сохранять в нем кусочки довольно долгое время и после окончания фиксации. Необходимо заметить, что при длительных сроках хранения (месяцами) кусочков в растворах формалина образуются большие осадки, которые на срезах симулируют пигментные отложения и этим затрудняют микроскопическое исследование. Иногда такие осадки появляются очень скоро, например, при фиксации объектов с большим кровенаполнением или при фиксации в небольшом количестве жидкости. Впрочем, эти осадки сравнительно легко удаляются.

Наблюдаются явления полимеризации и выпадение осадков при хранении чистого (неразведенного) формалина в холодном помещении и на свету, поэтому рекомендуется хранить его в теплом помещении и в темноте.

Работая с растворами формалина нужно соблюдать осторожность, т.к. пары формалина вызывают раздражение слизистых оболочек глаз, носа, гортани и трахеи.

Для фиксации тканей и органов применяют как абсолютный, так и 96° этиловый спирт. По сравнению с формалином спирт обладает меньшей проникающей способностью, и поэтому кусочки для фиксации берут не толще 0,3-0,5 см.

Работая со спиртом как с фиксатором, далеко не всегда можно пользоваться им столь широко, как это рекомендуется с другими фиксирующими жидкостями. Спирт употребляется как фиксирующее средство редко (когда нет формалина) и притом только для плотных и тканей.

Сложные фиксирующие жидкости

Из числа сложных фиксирующих жидкостей наибольшее практическое значение в работе патологоанатомического отделения имеет жидкость Карнуа.

Очень хороший фиксатор. Имеет особые показания в тех случаях, когда надо спешить с исследованием. Кусочки, толщиной от 2 до 4 мм, фиксируют в ней от 2 до 3-4 часов. Нельзя задерживать объекты в этой жидкости больше, чем это необходимо для их полной фиксации, затем их переносят в 960 спирт и заливают.

После фиксации, для которой применялся формалин, кусочки промывают в течение 6,12 или 24 ч в проточной воде: на водопроводный кран надевают резиновую трубку, конец которой опускают в широкогорлую банку, закрытую марлей. Для промывки удобно использовать эксикаторы разных размеров, снабженные краном: в отверстие крышки эксикатора опускают шланг, по которому подают воду, а через кран эксикатора ее сливают.

В том случае, если в состав фиксатора входила пикриновая кислота, материал следует промыть в нескольких сменах 70% спирта, после фиксации с использованием сулемы в йодированном 70% спирте. Материал, фиксированный для некоторых гистохимических реакций, электронномикроскопического и иммуноцитохимического исследований, отмывают от фиксаторов в различных буферных смесях.

В случае необходимости кусочки тканей перед обезвоживанием можно уменьшить, подровнять. Если материал после фиксации не сразу подлежит проводке, то его можно оставить в 70-80% спирте.

Способы обезвоживания тканей

Процесс обезвоживания можно ускорить, периодически встряхивая кусочки в банках со спиртами или поместив их в термостат при 37°С. Спирты в батарее необходимо своевременно заменять. Контролировать пригодность спирта позволяет проба с водой. В отлитое из банки небольшое количество спирта добавляют 1 каплю воды. Помутнение раствора свидетельствует о необходимости замены спирта в батарее.

Абсолютный спирт можно приготовить из 96%. Для этого применяют сульфат меди, который помещают в ступку и прокаливают на спиртовке или в термостате, периодически растирая и размешивая до консистенции пыли и бледно-голубого цвета. Затем сульфат меди засыпают в банку с 96% спиртом (4 или 6 частей), плотно закрывают ее крышкой, взбалтывают и оставляют на несколько дней, периодически встряхивая. Сульфат меди адсорбирует воду из спирта и вновь приобретает синюю окраску. Перед использованием абсолютного спирта проводят его контроль спиртометром или в пробирку с небольшим количеством ксилола (4-5 мл) добавляют каплю приготовленного спирта (раствор мутнеет, если спирт недостаточно обезвожен). Хорошим адсорбентом воды из спирта является также силикагель после предварительного просушивания его в термостате.

При отсутствии 100% спирта в батарею включают еще одну порцию 96% спирта. Однако в этом случае всегда есть опасность недостаточного обезвоживания и возникновения трудностей при получении срезов.

С целью ускорения обезвоживания применяют ацетон без примесей (ЧДА), предварительно добавив в него силикагель для удаления остатков воды или дистиллированный ацетон. Обезвоживание проводят в 2-3 сменах ацетона от нескольких часов до 1 суток в зависимости от величины объектов. Обезвоживание тканей возможно с помощью 99% изопропилового спирта, который непосредственно смешивается с парафином без промежуточных растворителей (ксилол, хлороформ и др.). Таким же свойством обладает диоксан, однако в связи с высокой токсичностью он не нашел широкого применения в патогистологической технике

Для обезвоживания глицерином кусочки ткани последовательно помещают в 60%, 80% и 100% глицерин на 3-4 ч, а затем в смесь, состоящую из равных частей 100% глицерина и ксилола.

Выраженное влияние на скорость обезвоживания оказывает микроволновое излучение. Объекты в 70% спирте помещают на 20 с. в микроволновую печь (2,5 Гц/500 В), а затем дообезвоживают в абсолютном спирте в течение 30-60 мин.

Уплотнение материала, необходимое для приготовления срезов, производится путем пропитывания предварительно обезвоженного материала парафином, целлоидином, органическими смолами. Более быстрое уплотнение достигается применением метода замораживания кусочков, например, в жидкой углекислоте

Заливка: помещают образцы в смесь ксилол-парафин и затем в жидкий парафин на 1-2 ч при 52-56°С. Дают парафину, остывая, затвердеть; вырезают из него блок с заключённым образцом и закрепляют на деревянном кубике. Также используют заливку в смолы, желатин и замораживание.

После окончательного пропитывания объекта его заливают расплавленным парафином, специально приготовленным для этих целей и хранящимся в термостате.

Угольники кладут на отполированную металлическую или стеклянную пластину и, сдвигая углы, создают формочку нужных размеров.

1.4 Заключение срезов

Гистологическая техника, комплекс методич. приёмов, используемых в гистологии и патол. анатомии при изготовлении препаратов клеток, тканей и органов для их последующего микроскопирования.

В случаях, когда препарат нельзя приводить в контакт с ксилолом, спиртом, используют для заключения водорастворимые среды (глицерин, желатин или их смеси). Для изучения свежего материала (живых или переживающих объектов) изготовляют временные гистол. препараты, в к-рых объект заключают в физиол. р-ры. Большие возможности для прижизненного исследования клеток даёт методкультуры тканей.

Наиболее часто в обычной патологоанатомической практике применяются окраски срезов гематоксилин-эозином по Ван-Гизону, Перлсу, Суданом III и др.

Окраску срезов в чашках Петри производят следующим образом.

1. Срез переносят препаровальной иглой из воды в раствор гематоксилина на 2-5 мин.

2. Промывают в воде 2-5 мин.

3. Погружают на 10-20 с в 1%-ный раствор соляной кислоты на 70° спирте (если срез сильно перекрашен гематоксилином, его следует держать в этом растворе несколько дольше).

4. Промывают в чистой воде 5-10 мин.

5. Промывают в слабощелочном растворе (в баночку с водой прибавляют 1-2 капли нашатырного спирта) 10 мин.

7. Окрашивают эозином в течение 3-5 мин.

8. Промывают в течение 1-2 мин водой. 280

10. Просветляют в карболксилоле.

11. При помощи шпателя и иголки срез переносят на предметное стекло.

12. Высушивают фильтровальной бумагой.

13. На срез наносят каплю канадского или пихтового бальзама и накрывают покровным стеклом.

Окраску производят следующим образом.

1. Срезы интенсивно окрашивают гематоксилином (лучше гематоксилин Вейгерта) и споласкивают в воде.

3. Быстро промывают в воде (вода извлекает из среза фуксин).

4. Обезвоживают 95° спиртом 1-2 мин.

5. Просветляют в карболксилоле и заключают в пихтовый бальзам, как при окраске гематоксилин-эозином.

1. Замороженные срезы переносят изводы на 0,5- 1 мин в 50° спирт.

2. Срезы помещают в свежефильтрованный раствор Судана на 10-20 мин.

3. Споласкивают 50° спиртом в течение 0,5-1 мин.

5. Срезы подкрашивают квасцовым гематоксилином Эрлиха или Бемера.

6. Промывают водой в течение 3-5 мин. Перекрашенные в гематоксилине срезы дифференцируют в 1%-ном водном растворе соляной кислоты, споласкивают подщелоченной водой, затем чистой водой.

7. Заключают в глицерин или глицерин-желатину.

8. Накрывают покровным стеклом.

1.6 Контроль качества

Гистологический препарат любой формы должен отвечать следующим требованиям:

1. Сохранять прижизненное состояние структур;

2. Быть достаточно тонким и прозрачным. Для изучения его под микроскопом в проходящем свете.

3. Быть контрастным, то есть изучаемые структуры должны под микроскопом четко определяться;

4. Препараты для световой микроскопии должны долго сохраняться и использоваться для повторного изучения.

Эти требования достигаются при качественном приготовлении препарата. Основным методом исследования биологических объектов, используемым в гистологии является микроскопирование (то есть изучение препаратов под микроскопом).

2. Возможные погрешности

Для того что бы получить хорошие гистологические срезы, необходимо уметь своевременно распознать и устранить причину, ухудшающую качество среза.

2) низкая температура окружающей среды

3) медленное охлаждение парафина при заливке

4) большой угол наклона ножа

1) залить материал в более мягкий парафин после предварительного растапливания блока в термостате

2) дышать на поверхность блока (согревание) перед каждым движением ножа или приспособить эл. плиту рядом с микротомом

3) изменить угол наклона ножа.

б) Залитый материал в процессе резки выпадает из окружающей массы парафина.

1) при переносе кусочка в формочку для заливки произошло его охлаждение.

1) необходимо блок растопить в термостате и залить заново, строго соблюдая правила заливки, после предварительного растапливания материал переносят в промежуточные срезы (для удаления спирта), затем вновь пропитывают и заливают

2) заливка произведена охлажденным парафином

3) недостаточное удаление спирта перед пропитыванием.

1) переутомление материала при проводке и фиксации.

Невозможно. Можно лишь несколько размягчить материал, если на поверхность резания перед каждым движением ножа наносить слой горячего парафина кисточкой (дав ему затем остыть) или дышать на поверхность блока.

г) Срезы закручиваются, прилипают к поверхности ножа, мнутся.

1) малый угол наклона ножа

3) высокая температура окружающей среды.

1) изменить угол наклона

2) залить материал в более твердый парафин и охладить блок путем помещения перед резкой в холодильник (можно также положить на поверхность резание кусочек льда)

3) приклеивание, сморщивание или разрыв срезов, особенно при резке органов, богатых костной, хрящевой или плотной соединительной ткани, могут быть следствием их электризации.

помещать на лезвие (в месте прохождения среза) каплю воды, дышать на лезвие и блок, натирать участок лезвия и прилежащую часть ножа куском твердого парафина.

е) Срезы разрываются или покрыты бороздами.

1) зазубрины на лезвии ножа

2) грязный парафин (плотные соринки царапают срез и портят лезвие);

3) материал плохо декальцинирован.

1) точка и правка ножа или перемещение в ножедержателе

2) перезаливка в чистый парафин

3) устранить нельзя.

ж) Плоскость среза не однородна (беловатая в средней части).

Расплавление блока и проведение материала через промежуточные срезы до абсолютного спирта. После обезвоживания проводят через промежуточную среду, пропитывают и заливают.

Приготовление серий парафиновых срезов

При серийном исследовании материала, залитого в парафин, удобнее всего пользоваться лентами из срезов. Однако добиваться получения таких лент всегда легко. Для достижения хороших результатов необходимо соблюдать следующие основные условия:

1. Парафин должен быть хорошего качества с температурой плавления 48-520С, достаточно пластичным, а заключение материала в него безукоризненным. Невозможно получение лент при слишком плотных и больших объектах.

3. Парафиновому блоку придают строго прямоугольную форму, длинник его устанавливают параллельно длиннику микротома. Одновременно следят за тем, чтобы узкая сторона блока, обращенная к лезвию ножа, была тоже параллельна последнему. Режущий край ножа, будучи подведен к блоку, должен прилегать ко всей его стороне.

4. Желательная толщина срезов 7-8 мкм. Слишком тонкие и толстые срезы малопригодны. Резку ведут толчкообразным движениями ножа.

5. В лабораторном помещении желательна температура около 18-220С. При более низкой температуре необходимо поставить около микротома (вблизи блока) включенную электроплиту. Наоборот, при слишком высокой температуре парафин становится мягким, срезы легко мнутся, в таком случае блок охлаждают льдом.

6. В процессе резания срезы накапливаются на верхней поверхности ножа, по мере накопления их отодвигают по ножу кверху, свешивая если нужно. По получении лент нужной длины их осторожно снимают, пользуясь препаровальной иглой, и кисточкой и опускают в воду. Затем срезы забирают и наклеивают на стекла.

7. Надписи на предметных стеклах делают ручкой с пером черной тушью.

Ксилол (толуол, бензол) две смены по 2-4 мин.

Вода дистиллированная 2 мин. и больше.

Благодаря контролю качества мы можем узнать, насколько качественно были выполнены гистологические срезы. Так как в дальнейшем при выдачи результатов врачом патологоанатомом будет зависеть дальнейшее лечение больного.

Из всего этого следует, что особое место занимает контроль качества среза, так как он важен для гистологического исследования и позволяет уточнить диагноз.

1. Приказ МЗ РФ №220 от 26.05.2003 г. об утверждении отраслевого стандарта «Правила проведения внутрилабораторного контроля качества количественных методов клинических лабораторных исследований»

Подобные документы

Тяжелые металлы и их соединения как опасные загрязнители окружающей среды. Репродуктивная система женщин и система мать-плацента-плод: чувствительность к экзо- и эндогенным неблагоприятным факторам любого происхождения. Изучение гистологических срезов.

статья [61,3 K], добавлен 25.03.2010

Морфометрия сосудистых компонентов хориальных ворсин плаценты женщин, проживающих в сурьмяной биогеохимической провинции. Содержание сурьмы в плацентах женщин, планиметрия вен стволовых ворсин плацент женщин. Изучение гистологических срезов плаценты.

статья [56,4 K], добавлен 25.03.2010

Изучение особенностей гистогенеза, структурной организации органов переднего отдела пищеварительной системы, их диагностике. Принципы и назначение, этапы микроскопирования, зарисовка гистологических препаратов органов ротовой полости и пищевода.

презентация [4,2 M], добавлен 12.04.2015

История зарождения и развития гистологии как науки о строении, развитии и жизнедеятельности тканей живых организмов. Деятельность отечественных гистологических школы второй половины XIX-начала ХХ в. Этапы развития цитологии и эмбриологии в России.

реферат [30,9 K], добавлен 01.03.2015

Классы таргетных препаратов. Противоопухолевые препараты и колоректальный рак. Сравнительный анализ различных методов выделения ДНК из образцов ткани, фиксированной формалином и заключенной в парафин. Тестирование препаратов ДНК на мутации в гене KRAS.

дипломная работа [3,8 M], добавлен 19.12.2013

Биопсия как конечный этап диагностики опухолей головного мозга. Этапы приготовления гистологического препарата. Фиксация, обезвоживание и уплотнение материала. Проведение химиотерапии, стереотаксической радиохирургии при опухолях. Особенности генотерапии.

дипломная работа [55,1 K], добавлен 19.01.2016

Консультация врача как первый этап в распознавании злокачественной опухоли. Ознакомление с преимуществами рентгенологических, эндоскопических, цитологических и гистологических методов диагностики. Ультразвуковая томография и лабораторные исследования.

реферат [1,1 M], добавлен 20.04.2016

Назофарингеальная (носоглоточная) карцинома, ее эпидемиология и этиология. Классификация рака носоглотки на несколько гистологических подтипов. Стадирование и диагностика карциномы, лечение в регионарных стадиях, при рецидивах и метастазах, иммунотерапия.

реферат [19,2 K], добавлен 10.04.2014

Распространенность и этиология перикардитов. Патогенез и клинические варианты заболевания. Анализ гистологических исследований фибриновых волокон. Симптомы основного клинического проявления фибринозного перикардита. Сущность понятия тампонады сердца.

презентация [8,5 M], добавлен 29.04.2015

Роль факторов в развитии заболевания. Процессы, вызывающие повреждение печени. Стадии первичного билиарного цирроза по характеру гистологических изменений. Его клинические признаки, осложнения и последствия. Методы диагностики и лечения болезни, прогноз.

презентация [787,9 K], добавлен 28.01.2016

Источник